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細胞株分離的方法有多種，常用的是機械解離細胞法、酶學解離細胞法以及螯合劑解離細胞法，下面我們就介紹酶解聚方法獲得純化的細胞株。

（1）純化法

在去除不需要的組織后，使用無菌的解剖刀和剪子把剩余的組織切成3~4 mm小片，通過懸浮在無鈣鎂的中清洗組織碎片。讓組織碎片沉淀，去除上清液。重復清洗2到3次。

將盛有組織碎片的容器置于冰上，去除殘留的上清液。加入0.25%溶解在無鈣鎂的（100 mg組織加入1ml ）。

在4℃孵育6到18小時，使幾乎沒有活性的酶盡可能滲透進去。

移棄組織碎片中的，在37℃孵育包含殘留的組織碎片20到30分鐘。

在組織碎片加入熱的*培養(yǎng)基，用移液管輕輕地分散組織。如果使用無血清培養(yǎng)基，要加入大豆抑制劑。

通過無菌不銹鋼絲網（100～200 mm）過濾，分散所有剩余組織。計數(shù)和接種細胞，進行培養(yǎng)。

（2）膠原酶純化法

用無菌解剖刀和剪子把剩余組織切成3~4 mm小片，用Hanks'平衡液（HBSS）清洗組織碎片幾次。

加入膠原酶（50～200單位/ml，溶解在HBSS中）。

在37℃孵育4到18小時。加入3mM CaCl2增加解離效率。

通過無菌不銹鋼絲網或尼龍網過濾細胞懸液，以分離分散細胞、組織碎片和較大的碎片。如果需要進一步的解聚，在碎片中加入新鮮的膠原酶。

通過離心在HBSS中清洗懸液幾次。

再一次在培養(yǎng)基中懸浮細胞，計數(shù)和接種細胞，進行培養(yǎng)。

（3）Dispase純化法

用無菌解剖刀和剪子把剩余組織切成3~4 mm小片，用不含鈣鎂的清洗組織碎片幾次。

加入Dispase（0.6～2.4單位/ml 溶解在無鈣鎂的）

在37℃孵育20分鐘到幾個小時。

通過無菌不銹鋼絲網或尼龍網過濾細胞懸液，以分離分散細胞、組織碎片和較大的碎片。如果需要進一步的解聚，在碎片中加入新鮮的Dispase。

通過離心在中清洗懸液幾次。

再一次在培養(yǎng)基中懸浮細胞，計數(shù)和接種細胞，進行培養(yǎng)。

分離細胞后，首ci傳代需要注意的問題：

傳代培養(yǎng)時先觀察細胞的活性。

細胞的活率應該超過90%，密度控制在80%左右

對于無血清培養(yǎng)基，需要降低使用量。

（1） 移棄使用過的細胞培養(yǎng)基。

（2）使用不包含有鈣鎂的或EDTA清洗細胞。在培養(yǎng)瓶背著細胞的一面加入清洗溶液，通過轉動培養(yǎng)瓶1到2分鐘清洗細胞層，然后去除清洗液。

（3）加入消化，消化細胞與細胞，操作手法，試劑的效價有密切的關系，消化時應注意觀察細胞形態(tài)，如細胞變得橢圓透亮，并且可以觀察到細胞與細胞間的間隙時，輕拍瓶身可以看見成流沙狀，即可中止消化，消化時盡量減少對細胞的吹打。

（4）當細胞*分離時，垂直放置培養(yǎng)瓶，讓細胞流到培養(yǎng)瓶的底部。在培養(yǎng)瓶中加入*培養(yǎng)基中止消化，計數(shù)并再次培養(yǎng)細胞。

（5）對于無血清培養(yǎng)基，加入大豆抑制劑。通常使用1∶1（v∶v）0.25 mg/ml抑制劑到中將抑制活性。

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